Anestesia General en el Conejo

Publicado por en Ago 8, 2012 en Anestesia, medicina interna | 0 cometarios

El conejo (Oryctolagus cuniculus) es, después del perro y el gato, la especie de compañía que más frecuentemente visita la consulta veterinaria. A menudo estos pacientes requieren sedación o anestesia para realizar diversos procedimientos diagnósticos o quirúrgicos.

Un estudio reciente en el Reino Unido estableció la mortalidad perianestésica en conejos en un 1,83% (Brodbelt, 2008), muy por encima de humanos (0,02-0,005%), perros (0,17%) o gatos (0,24%). Entre los factores que potencialmente contribuyen a este alto riesgo está la falta de familiaridad del veterinario con estos pacientes (fisiología, técnicas médico-quirúrgicas), así como las particularidades anatómicas (vía aérea) y fisiopatológicas de esta especie (enfermedad respiratoria, respuesta al estrés).
Consideraciones preanestésicas
En la preparación anestésica de estos pacientes es importante realizar un examen clínico minucioso y familiarizarse con los parámetros fisiológicos normales en el conejo (cuadro 1). Las frecuencias cardiaca y respiratoria están normalmente en el rango de 200-300 latidos y 100-200 respiraciones por minuto, respectivamente.
Cuadro 1. Consideraciones anestésicas en el conejo.
1. Enfermedad respiratoria
2. Manejo y respuesta al estrés
3. Intubación endotraqueal
4. Adecuada monitorización
5. Elevada pérdida de calor
6. Motilidad gastrointestinal

Enfermedad respiratoria
Merece especial atención la evaluación del aparato respiratorio para intentar detectar sutiles signos clínicos de enfermedad respiratoria (frecuentemente pasterelosis subclínica). Algunos de estos conejos presentan descarga ocular y/o nasal de tipo muco-purulento, o simplemente, pequeñas costras de moco seco en la cara interna del carpo debido al acicalamiento. La presencia de neumonías disminuye la capacidad ventilatoria del paciente e incrementa el riesgo anestésico ostensiblemente.

Pruebas laboratoriales
Los datos laboratoriales pueden ser de utilidad en determinados pacientes, pero no deben sustituir una exploración física e historia clínica minuciosas. Los animales sanos sometidos a procedimientos sencillos no requieren pruebas laboratoriales. En otros casos el hematocrito y las proteínas totales pueden ser suficientes para estimar la capacidad de transporte de oxígeno, hidratación y fracción plasmática libre de los anestésicos. Otras pruebas específicas vendrán dadas por el resultado de la historia clínica y el examen del paciente y deben contrastarse con los valores de referencia del laboratorio para esta especie.


Ayuno
Fluidoterapia
Los animales con problemas dentales y gastrointestinales presentan frecuentemente un cierto grado de deshidratación que debe ser corregido mediante una fluidoterapia previa a la anestesia (Flecknell, 2006).

Como norma general, el ayuno preoperatorio no es necesario ya que los conejos no vomitan. La comida y el agua deben estar a su alcance hasta el inicio de la anestesia para favorecer el normal funcionamiento del tracto gastrointestinal.

Manejo
Idealmente, los conejos deben estar en zonas claramente separadas de perros y gatos para minimizar el estrés. La sujeción debe realizarse correctamente sosteniéndolos por el pliegue del cuello con una mano y el trasero con la otra, o bien, colocándolos bajo la axila. El transporte de una sala a otra debe hacerse en un trasportín para reducir el riesgo de caídas y fracturas espinales y de huesos largos.

Sedación preanestésica

La sedación preanestésica es generalmente beneficiosa, al reducir las dosis de anestésicos generales y minimizar el estrés de procedimientos como la colocación de un catéter intravenoso para la administración de drogas y fluidos. Existen múltiples fármacos y combinaciones de fármacos para sedación preanestésica (cuadro 2).
Una vez sedado se procede a la colocación de un catéter en la vena marginal de la oreja o la vena cefálica. En casos críticos, también se pueden colocar catéteres centrales en la vena yugular para medición de PVC y fluidoterapia agresiva.

Cuadro 2. Sedación preanestésica.
• Dexmedetomidina 0,025-0,1 mg/kg SC o IM
• Fentanilo/fluanisona (Hypnorm) 0,1 mg/kg IM
• Acepromacina 0,1-0,2 mg/kg IM
• Fentanilo 0,04 mg/kg IM
• Midazolam 1-2 mg/kg IM
Inducción de la anestesia e intubación endotraqueal

Previamente a la inducción anestésica es importante dedicar 2-3 minutos a la preoxigenación (2-4 l/min de O2 100% mediante mascarilla), dado que la intubación endotraqueal puede ser difícil y finalmente desembocar en hipoxia del paciente.

Inducción
La inducción se puede hacer por vía intramuscular, intravenosa o inhalatoria (cuadro 3). La inducción con mascarilla no se recomienda, excepto en casos de pacientes muy deprimidos o profundamente sedados, dado el riesgo de movimientos bruscos que pueden desembocar en fracturas. Por otro lado, la sensación desagradable que produce el isofluorano provoca frecuentemente apneas que, en combinación con el estrés, podrían facilitar la aparición de arritmias cardiacas.

Cuadro 3. Inducción de la anestesia.
• Medetomidina 0,1-0,2 mg/kg ketamina 15 mg/kg IM*
• Propofol 2-8 mg/kg IV
• Midazolam 0,5-2 mg/kg IV
• Isofluorano o sevoflourano en mas-carilla
• La medetomidina se puede sustituir por dexmedetomidina (mismo volumen).

Técnica de intubación
La intubación endotraqueal en conejos es técnicamente más complicada que en otras especies. La posición de los incisivos y la estrechez de la cavidad oral dificultan la visualización de la glotis. Se han descrito numerosas técnicas de intubación endotraqueal en esta especie, si bien las más comunes son la intubación ciega, con otoscopio y con laringoscopio. Estas técnicas no están exentas de un cierto riesgo de complicaciones como laringoespasmo y necrosis traqueal (Grint, 2007).

Cuadro 4. Tubos endotraqueales adecuados según el peso del animal.
• 1-2 kg: 2,5 mm
• 2-3 kg: 3 mm
• 3-4 kg: 3,5 mm
• >4 kg: 4 mm

La intubación ciega requiere simplemente de un anestesista y un tubo endotraqueal (preferiblemente de PVC) del tamaño correcto (cuadro 4). El paciente adecuadamente anestesiado se coloca en decúbito dorsal, sosteniendo la cabeza por detrás del codo de la mandíbula. A continuación, la cabeza y el cuello se extienden hacia adelante y hacia arriba (45° respecto a la mesa). Se introduce el tubo endotraqueal por el diastema y se avanza por la cavidad oral hasta encontrar resistencia en la glotis. Se retira unos milímetros y se comprueba la posición acercando la oreja para notar la salida de aire. A continuación se observan los movimientos torácicos, para avanzar el tubo dentro de la tráquea en la fase inspiratoria. La intubación correcta se confirma normalmente al notar un esfuerzo espiratorio intenso (tos) durante unos segundos. También se puede conectar el tubo a un capnógrafo. La visualización directa de la glotis con otoscopio o laringoscopio de pala pequeña (Miller 0 o 1) son métodos igualmente válidos, pero requieren un asistente, más equipamiento y la maniobrabilidad en la cavidad oral es reducida.Mantenimiento

El mantenimiento anestésico con mascarilla es adecuado en procedimientos cortos, pero no en anestesias de más de 30 minutos ya que frecuentemente desemboca en colapso de la vía aérea con hipoxia e hipercapnia, sobre todo en decúbito dorsal (Bateman, 2005).

Monitorización y mantenimiento anestésico

La monitorización de la anestesia en conejos presenta diferencias respecto a perros y gatos. Su reducida masa corporal dificulta la obtención de las variables fisiológicas habituales y la colocación de los diversos sensores electrónicos comúnmente utilizados en anestesia. Muchos monitores no son adecuados para medir las frecuencias cardiacas elevadas que encontramos habitualmente en el conejo y los métodos de medición de presión arterial no invasiva no están validados en esta especie. Por otro lado, el pequeño volumen tidal de los conejos dificulta la monitorización de la ventilación durante la anestesia. Finalmente, la evaluación del plano anestésico debe ser realizada utilizando signos clínicos específicos de esta especie (Imai, 1999). En general, el tono mandibular y el reflejo de retirada en la extremidad anterior y posterior son los más útiles.

Monitorización
La monitorización básica de las variables fisiológicas consistirá en la obtención de la frecuencia del pulso periférico y la frecuencia respiratoria, así como la evaluación de la calidad de los mismos. También se puede emplear un fonendo intraesofágico.
Los pulsioxímetros nos aportan información de la función cardiovascular y la saturación de la hemoglobina. Es importante comprobar que las sondas y el rango de frecuencia cardiaca que miden son adecuados para esta especie. La sonda se coloca normalmente en la lengua, pero también da lecturas en la cola, mano y oreja si son animales poco pigmentados.
La capnografía se puede emplear para evaluar la ventilación, la función cardiovascular y la patencia de la vía aérea. El espacio muerto añadido al sistema por la toma de muestra distorsiona el resultado del ETCO2 y puede provocar reinhalación de CO2, especialmente en los animales más pequeños. Existen piezas de conexión del tubo endotraqueal con un puerto lateral para toma de muestra que minimizan el espacio muerto (Hallowell).
La presión arterial se puede medir mediante métodos no invasivos (oscilométrico y Doppler) con las mismas técnicas descritas para perros y gatos. La mayor parte de los métodos oscilométricos son poco fiables, aunque los nuevos modelos de alta frecuencia parecen dar buenos resultados. La presión arterial directa se puede medir mediante la colocación de un catéter en la arteria auricular central, de muy sencillo acceso. Se ha descrito la necrosis de la punta de la oreja usando esta técnica, posiblemente debido a la formación de un hematoma y trombosis. En casos críticos, cuando está disponible, este catéter permite la obtención de muestras para el análisis de gases arteriales que nos ayudan a ajustar la ventilación y fluidoterapia del paciente. Todos los datos obtenidos deben ser anotados a intervalos regulares en la ficha anestésica, lo que permite un análisis exhaustivo de la evolución del paciente en función de las tendencias.

Anestesia intraoperatoria
Los anestésicos inhalatorios se administran a través de un circuito anestésico. En el caso de los conejos, debido a su reducido tamaño, generalmente utilizamos una T de Ayres. Este sistema es ligero y opone una mínima resistencia a la inspiración/espiración al carecer de válvulas. Además, la bolsa reservorio permite la ventilación manual con simplemente ocluir el lado abierto durante unos segundos. El flujo de gas fresco necesario será unas dos veces el volumen minuto estimado del paciente (2x 200ml/kg/min) en ventilación espontánea. El gas fresco puede ser oxígeno puro o mezclado con óxido nitroso al 50-66%, que aporta analgesia moderada.
El mantenimiento anestésico habitualmente se realiza con halotano, isofluorano o sevoflourano. Todos ellos son adecuados, pero causan depresión cardiorrespiratoria dosis dependiente. Varios estudios han demostrado hipotensión moderada o severa con concentraciones “habituales” de isofluorano y halotano (Imai, 1999; Turner, 2006). Sin embargo, ningún estudio comunicó secuelas posteriores. Un reciente estudio en la Universidad de Bristol con más de 100 conejos ha encontrado resultados similares. Como alternativa se puede hacer el mantenimiento anestésico con infusión continua de propofol, descrito por Aeschbacher en 1993.

Analgesia intraoperatoria
La analgesia intraoperatoria puede ser complementada con bolos de fentanilo (0,005 mg/kg IV) o infusión continua (10-20 µg/kg/h). También se puede emplear una infusión de ketamina (0,6 mg/kg/h) usando una dosis de carga de 1 mg/kg. La lidocaína a 2 mg/kg/h ha sido usada en modelos laboratoriales de sepsis en conejos por su efecto analgésico, antiinflamatorio, procinético, antiarrítmico y antitóxico (Taniguchi, 2000).

Cuadro 5. Opiáceos y AINE usados en la recuperación anestésica.
Opiáceos
• Buprenorfina 0,01-0,05 mg/kg IV/IM
• Petidina 5-10 mg/kg IM
• Butorphanol 0,1-0,5 mg/kgAINE
• Meloxicam 0,3-0,6 mg/kg IV/SC y 0,3 mg/kg/24h durante 5 días
• Flunixin 1,1 mg/kg IV/IM
• Carprofeno 4 mg/kg IV/SC

Fluidoterapia perioperatoria
La fluidoterapia perioperatoria juega un papel importante en el mantenimiento de la homeostasis. En procedimientos cortos se pueden administrar fluidos por vía SC o IP. Si se dispone de acceso venoso, es recomendable administrar cristaloides isotónicos a 5-10 ml/kg/h dependiendo del tipo de procedimiento y la situación del paciente. La hipotensión y la hemorragia pueden ser corregidas mediante el uso de coloides en bolo (Hetastarch 5-10 ml/kg) o cristaloides (20-40 ml/kg). En casos de shock también se ha descrito el uso conjunto de Hetastarch (5 ml/kg) más hipertónico salino 7,2% (2 ml/kg).

Recuperación anestésica
Durante la recuperación anestésica, el objetivo es minimizar el dolor y el estrés posquirúrgico y conseguir una rápida vuelta a la actividad normal del paciente. El uso de antiinflamatorios no esteroides y opiáceos (cuadro 5) y la evaluación del dolor en esta especie, así como la monitorización de la temperatura, ingesta y motilidad intestinal son los objetivos fundamentales.
La evaluación del dolor es muy complicada. Como especie depredada, el comportamiento natural del conejo en un ambiente extraño es la inmovilidad. En general, la vuelta a los hábitos de limpieza y alimentación se considera un signo de analgesia adecuada. Las posturas anormales, la anorexia y el letargo prolongado deben hacernos sospechar la presencia de dolor, que debe ser tratado en caso de duda. En el posoperatorio inmediato hay que cuidar de que la temperatura ambiental sea templada y se pueden usar métodos de calentamiento activo, como mantas eléctricas e incubadoras. La hipotermia, incluso cuando es leve, puede prolongar la recuperación. La jaula debe tener heno abundante, así como comida fresca y agua para estimular el retorno temprano de la ingesta y la producción de deyecciones. Todos estos datos deben ser anotados en la ficha anestésica.
Como conclusión, se puede decir que, mediante un correcto entrenamiento y la experiencia en el uso de técnicas adecuadas para la anestesia en conejos, mejorará sustancialmente la calidad y seguridad de los procedimientos anestésicos en esta especie.
Bibliografía
1. The risk of death: the Confidential Enquiry into Perioperative Small Animal Fatalities. D. Brodbelt.Veterinary Anaesthesia and Analgesia (2008). May. Early online.
2. In BSAVA Manual of Rabbit Medicine and Surgery (2006). Chapter 16. Anaesthesia and Perioperative Care. A. Meredith and P. Flecknell.
3. Post anaesthetic tracheal strictures in 3 rabbits. N. Grint. Laboratory Animals (2006) 40, 301-308.
4. Comparison between facemask and laryngeal mask airway in rabbits during isoflurane anaesthesia. L. Bateman. Veterinary Anaesthesia and Analgesia (2005) 32,280-288.
5. Comparison of clinical signs and hemodynamic variables used to monitor rabbits during halothane- and isoflurane-induced anaesthesia. A. Imai. American Journal of Veterinary Research (1999) Vol 60, No 10.
6. Effect of meloxicam and butorphanol on minimum alveolar concentration of isoflurane in rabbits. P. Turner. American Journal of Veterinary Research (2006). Vol 67, No 5.
7. Propofol in rabbits. 2. Long-term anaesthesia. G. Aeschbacher. Laboratory Animal Science. (1993) Aug; 43(4):328-335.
8. Effects of lidocaine administration on hemodynamics and cytokine responses to endotoxaemia in rabbits. T. Taniguchi. Critical Care Medicine (2000) 28(3), 755-759.
Fuente | Artículo de Miguel Angel martínez para Argos

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